Monitoraggio della varroa con zucchero a velo

Una recente esperienza in apiario ha riportato al centro una priorità della gestione sanitaria: la varroa va anticipata, non rincorsa. Il monitoraggio serve a riconoscere la crescita dell’infestazione mentre abbiamo ancora il tempo di organizzare un intervento e proteggere le api che la famiglia sta allevando.

Aspettare di trovare “troppa varroa” può significare accorgersi del problema quando una parte del danno è già avvenuta. Il rischio riguarda soprattutto le api destinate all’invernamento: ridurre gli acari è necessario, ma non garantisce da solo che quelle api recuperino la salute e la longevità necessarie alla colonia.

Il monitoraggio della varroa con zucchero a velo può aiutarci a prendere decisioni per tempo. Si preleva un campione di api adulte, si separano gli acari con la polvere e lo scuotimento, poi si conta ciò che viene recuperato. Le api possono essere restituite alla famiglia, con i limiti che vedremo.

Perché il controllo sia utile alla prevenzione servono una procedura coerente, risultati registrati e verifiche ripetute. Il singolo conteggio descrive un momento; una serie di misure aiuta a capire dove stiamo andando. Anche il controllo dopo il trattamento resta essenziale, ma è una parte di questo percorso.

Perché trovare molta varroa può essere già tardi

Il problema non si esaurisce nel numero di acari presenti oggi. La varroa e i virus associati, in particolare il virus delle ali deformi (DWV), possono compromettere le api durante il loro sviluppo. L’obiettivo della prevenzione è contenere questa pressione prima che si formino generazioni di api poco longeve.

Lo studio di van Dooremalen e colleghi del 2012, condotto nei Paesi Bassi per due annate, collega la bassa infestazione prima e durante la formazione delle api invernali a una maggiore longevità e a una migliore sopravvivenza delle colonie. Il risultato sostiene l’importanza della tempestività; non fornisce una data di trattamento valida per ogni territorio italiano.

Uno studio di Locke e colleghi del 2017, su colonie in Svezia, mostra inoltre che infezioni subcliniche da DWV possono persistere dopo una forte riduzione degli acari. Gli autori evidenziano il ruolo del ricambio della popolazione: alle api molto infette devono poter subentrare nuove generazioni allevate con una pressione parassitaria ridotta.

Da qui il punto decisivo: un trattamento efficace contro gli acari non equivale automaticamente al recupero sanitario della famiglia. Se le api destinate allo svernamento sono già state allevate in condizioni sfavorevoli, intervenire tardi può non bastare a garantirne la sopravvivenza. Il test dello zucchero misura gli acari recuperati dalle adulte, non il carico virale né il danno già subito.

“Potrebbe essere già tardi” descrive quindi un rischio, non una sentenza. Un’infestazione elevata richiede comunque una risposta tempestiva e una valutazione della colonia. Non esiste una percentuale che, da sola, certifichi un punto di non ritorno.

Che cosa misura il test dello zucchero a velo

Il test rileva gli acari recuperati dalle api adulte campionate. Il risultato viene espresso come numero di varroe ogni 100 api, comunemente indicato come percentuale di infestazione sulle adulte.

Questa percentuale non coincide necessariamente con la quota di api infestate: sulla stessa ape possono essere presenti più acari. Non è neppure il conteggio di tutte le varroe dell’alveare. Quando c’è covata opercolata, una parte della popolazione parassitaria si trova nelle celle e resta fuori dal campione.

Due colonie con lo stesso risultato sulle adulte possono quindi trovarsi in situazioni differenti. Contano anche la quantità di covata, la popolazione e la loro evoluzione. Il dato va inserito nel quadro della famiglia, come abbiamo approfondito in Come leggere un alveare.

Si parla spesso di “varroa foretica” per indicare gli acari sulle adulte. È un’espressione tradizionale che non deve farli immaginare come semplici passeggeri: anche in questa fase si alimentano sull’ospite. La scheda del Ministero della Salute sulla varroatosi richiama il coinvolgimento del corpo grasso delle api.

Il campione: 300 api non significa 300 millilitri

Negli articoli di L’Apis del 2012 e del 2019, il riferimento operativo è circa 300 api, corrispondenti indicativamente a 100 ml di api assestate. È anche la dimensione del campione descritta nel progetto nazionale di monitoraggio UNAAPI.

Il volume è una scorciatoia pratica per stimare il numero degli individui. Non è una conversione esatta: dimensioni delle api, contenuto del gozzo e modalità di raccolta possono modificare il rapporto. Assestare il campione significa far scendere le api sul fondo per leggere un livello ripetibile, senza comprimerle.

Un piccolo contenitore graduato a bocca larga, anche del tipo utilizzato per campioni biologici, può essere adatto al prelievo. Bisogna però distinguere capacità del recipiente, volume raccolto e numero stimato di api. Il calcolo dell’infestazione utilizza quest’ultimo.

Il misurino di prelievo e il barattolo nel quale si separano gli acari svolgono inoltre funzioni diverse. Nel secondo deve restare spazio per distribuire lo zucchero e muovere il campione. Un vaso sovraccarico non migliora il test soltanto perché contiene più api.

Da quali favi raccogliere le api

Nei protocolli qui considerati il campione proviene dai favi di covata del nido, con attenzione alle api presenti nell’area di covata aperta. Non possiamo attribuire un’età precisa a ogni ape raccolta, ma possiamo scegliere in modo coerente la zona del prelievo.

Lo studio di Lee e colleghi del 2010, dedicato ai piani di campionamento, ha mostrato che la densità degli acari sulle api dei favi di scorte differiva da quella osservata sui favi di covata. Cambiare punto di raccolta può quindi rendere meno confrontabili le misurazioni.

Prima del prelievo bisogna escludere la regina. Il fatto che le api possano essere restituite dopo la prova non giustifica esporla allo scuotimento.

Come eseguire il monitoraggio con zucchero a velo

Esistono procedure con dosi e tempi diversi. Qui utilizziamo come riferimento quella descritta da Umberto Vesco e Giovanni Guido su L’Apis nel 2012, ripresa nella guida tecnica UNAAPI sullo zucchero a velo. Identificare la procedura serve a evitare una ricetta composta da passaggi presi da metodi differenti.

Il materiale necessario

• un misurino graduato per circa 100 ml di api;
• un barattolo di separazione con spazio libero, come il vaso da miele da 500 g indicato nell’articolo;
• una chiusura a rete ben fissata, con maglia di circa 2 mm;
• zucchero a velo asciutto e polverulento;
• una ciotola bianca con un po’ d’acqua;
• un timer e una scheda per annotare il risultato.

La rete deve trattenere le api e lasciare passare polvere e acari. Un contenitore con il solo tappo chiuso può servire al prelievo, ma non alla separazione. Vanno evitati bordi taglienti, chiusure instabili e recipienti umidi.

La procedura, passo dopo passo

1. Controllare il favo e raccogliere il campione. Dopo aver escluso la regina, prelevare circa 100 ml di api assestate dai favi di covata e trasferirle nel barattolo di separazione.
2. Aggiungere la polvere. Il riferimento del 2012 indica circa 25 g di zucchero a velo per campione e descrive l’aggiunta di 1–2 cucchiai. Per rendere ripetibile il lavoro, è preferibile preparare la dose pesata.
3. Distribuire lo zucchero. Chiudere con la rete e ruotare delicatamente il vaso per rivestire le api. Lasciare riposare per circa un minuto, all’ombra.
4. Separare gli acari. Capovolgere il vaso sulla ciotola ed eseguire lo scuotimento previsto per circa un minuto. Il protocollo lo descrive come vigoroso: una semplice rotazione delicata non è equivalente e può lasciare acari nel campione.
5. Contare e registrare. Lo zucchero si scioglie nell’acqua e rende visibili le varroe. L’acqua deve restare nella ciotola, senza bagnare le api. Annotare il numero degli acari recuperati.
6. Restituire le api alla famiglia di provenienza. Prima della prova successiva, pulire e asciugare il barattolo.

Questi tempi e questa dose appartengono al riferimento indicato. Le istruzioni del Varroa EasyCheck descrivono, per esempio, una procedura diversa per lo zucchero. Non vanno trasferite automaticamente al vaso artigianale.

Quando il test può ingannare

Lo zucchero deve distribuirsi come una polvere asciutta. Con umidità, grumi o nettare rigurgitato dalle api, può diventare appiccicoso e ostacolare la separazione degli acari. L’articolo VEC versus ZAV del 2019 descrive proprio questi problemi durante il raccolto.

Un campione impastato va registrato come test non valido, non come infestazione bassa. Se serve una decisione tempestiva, occorre ottenere un dato utilizzabile con una procedura appropriata. Ripetere lo stesso errore non rende più affidabile la misura.

Un volume letto male, una raccolta in una zona diversa, uno scuotimento insufficiente o acari rimasti nel recipiente possono alterare il conteggio. Per questo le anomalie vanno annotate insieme al risultato.

Non esiste una percentuale di recupero valida per qualsiasi esecuzione. Taylor e colleghi, in uno studio pubblicato nel 2025, hanno misurato circa il 78% di recupero per lo zucchero e il 72% per l’etanolo nella prova iniziale. Procedure migliorate portavano entrambi oltre il 95%. Sono risultati di quelle condizioni sperimentali, non una graduatoria universale.

Il punto è concreto: l’affidabilità dipende anche da come viene eseguito il metodo. Non possiamo correggere ogni conteggio aggiungendo automaticamente il 20 o il 30%, perché non conosciamo l’errore del nostro campione.

Restituire le api non significa averle lasciate indenni

Lo zucchero a velo viene spesso scelto perché permette di rimettere le api nell’alveare. Non richiede di uccidere deliberatamente il campione, come il lavaggio con alcol. Questo vantaggio va però distinto dall’affermazione che il test sia innocuo.

Un lavoro di Bruckner, Williams, Tsuruda e Underwood, pubblicato online nel settembre 2025, ha confrontato api marcate sottoposte a zucchero e scuotimento, api soltanto impolverate e controlli. Dopo cinque giorni la ricattura media era del 44% nel primo gruppo, del 72% nelle api soltanto impolverate e del 76% nei controlli.

La minore ricattura è coerente con un effetto negativo sulla sopravvivenza. Non equivale al recupero di tutti i cadaveri mancanti e non permette di attribuire la stessa mortalità a ogni variante della procedura. Gli autori interpretano il risultato come evidenza di mortalità prematura e raccomandano il lavaggio alcolico per la maggiore affidabilità.

È un aggiornamento che cambia il modo corretto di raccontare il metodo: le api possono sopravvivere alla prova, ma il loro rientro non dimostra l’assenza di effetti successivi. La scelta deve tenere insieme qualità dell’informazione e impatto del campionamento.

Dal conteggio alla percentuale

La formula è:

Varroe ogni 100 api = (acari recuperati ÷ numero di api del campione) × 100.

Con un campione di circa 300 api basta dividere il conteggio per 3. Se il numero di api è stimato attraverso il volume, anche il risultato conserva quell’incertezza.

Acari recuperati	Api nel campione	Risultato sulle adulte
3	300	1%
6	300	2%
9	300	3%
6	200	3%

“Ho trovato sei varroe” è dunque un’informazione incompleta: il risultato cambia con la dimensione del campione. La tabella mostra il calcolo e non associa automaticamente un trattamento a ciascun valore.

Che cosa significa trovare zero acari

Zero rilevati non significa colonia senza varroa. È possibile non intercettare acari anche quando sono presenti sulle adulte, soprattutto a densità basse.

Un esempio statistico aiuta a capire il limite. Supponendo distribuzione casuale degli acari e recupero perfetto, con una densità vera di 0,5 acari ogni 100 api la probabilità di trovarne zero in un campione di 300 api sarebbe circa il 22%. Questa stima deriva da un modello di Poisson.

È un’illustrazione teorica, non una misura della sensibilità reale del test con zucchero a velo. Sul campo si aggiungono distribuzione non uniforme e recupero incompleto. Un singolo zero, soprattutto dopo un trattamento, va quindi inserito nella serie dei controlli.

Campionare più api migliora il risultato?

Può aumentare la precisione, ma non elimina gli errori di separazione. Nel piano di ricerca di Lee e colleghi sono descritte tre unità separate da circa 300 api provenienti da tre favi, per un totale di circa 900 individui. Anche l’articolo italiano del 2012 riporta questa possibilità e suggerisce tre vasi.

Tre repliche permettono di osservare la variabilità. Non equivalgono automaticamente a un unico vaso con il triplo delle api, nel quale cambiano spazio libero e distribuzione della polvere. Per usare campioni più grandi serve un protocollo che specifichi recipiente, dose di zucchero e modalità di separazione.

Quante famiglie controllare e come leggere la media

Il campionamento dipende dalla domanda. Per conoscere la situazione di una famiglia precisa dobbiamo controllare quella famiglia. Per descrivere un apiario, dobbiamo distribuire i prelievi tra più colonie.

Il progetto nazionale UNAAPI utilizza 8 o 10 alveari scelti a caso per apiario. È un riferimento organizzativo da adattare alla consistenza e allo scopo del controllo, non una garanzia sulle famiglie non campionate.

Una stima generale non dovrebbe basarsi soltanto sulle colonie più forti o più comode da aprire. Le famiglie sospette meritano comunque un controllo, identificando però questi prelievi mirati: inserirli senza distinzione in una selezione casuale modifica il significato della media.

Consideriamo cinque risultati ipotetici: 1%, 1%, 1%, 1% e 6%. La media è 2%, ma una famiglia ha un valore nettamente superiore alle altre. Conservare soltanto il dato medio cancellerebbe proprio l’informazione che richiede più attenzione.

Bisogna quindi registrare i risultati delle singole colonie. Se i campioni hanno dimensioni differenti, calcolare prima il tasso di ciascuna: dividere tutti gli acari per tutte le api campionate dà più peso alle colonie da cui abbiamo raccolto più individui e può produrre un valore diverso dalla media delle percentuali.

Le soglie servono ad agire, non ad aspettare

Stagione, metodo, covata, forza della famiglia e pressione sanitaria del territorio influenzano la lettura del dato. Le soglie operative non sono confini biologici che garantiscono sicurezza al di sotto e collasso al di sopra.

Il Bee Lab dell’Università del Minnesota propone di mantenere livelli bassi e indica circa il 2% come riferimento per un intervento tempestivo, precisando che le soglie dipendono dalle condizioni locali. È un orientamento statunitense da distinguere dalle indicazioni per gli apiari italiani.

Lo studio di Sumpter e Martin del 2004 aiuta a comprendere il legame tra carico di acari, trasmissione virale e ciclo annuale della colonia. È un modello matematico del rischio epidemico, non un esperimento che stabilisce una soglia unica per qualsiasi famiglia italiana.

In pratica occorre leggere insieme valore, andamento e condizioni della colonia. Un risultato sotto soglia non è un lasciapassare fino al controllo successivo: contano anche la crescita osservata e il tempo necessario per attuare il piano di gestione. Un valore vicino al riferimento d’intervento merita particolare attenzione se la procedura può sottostimare. In presenza di anomalie cliniche, un conteggio basso non basta a escludere il problema.

Le decisioni vanno raccordate al piano sanitario e alle indicazioni tecniche e veterinarie territoriali. Il monitoraggio aiuta ad adattarne i tempi, verificarne i risultati e riconoscere eventuali necessità aggiuntive.

Organizzare i controlli prima dell’emergenza

La prevenzione comincia dalla programmazione. Non basta fissare il giorno del trattamento: occorre sapere quando controllare le famiglie e come reagire a un aumento inatteso. Anche le tecniche di gestione della covata richiedono preparazione e tempi biologici, difficili da recuperare quando il problema è già urgente.

Le linee guida nazionali per il controllo della varroa del 2026 richiamano il monitoraggio durante l’anno e l’adattamento degli interventi all’infestazione e alle condizioni locali. Se il livello iniziale è elevato e cresce rapidamente, può essere necessario intervenire prima dell’estate. Il documento mette anche in guardia dai ritardi legati al prolungamento della raccolta: proteggere le api destinate allo svernamento richiede tempi adeguati.

Per tradurre questo orientamento nella pratica dell’apiario possiamo organizzare quattro passaggi:

• Conoscere la situazione di partenza. Inserire i controlli nel piano stagionale, prima che la gestione sia dettata da segni di sofferenza.
• Seguire l’andamento. Confrontare misure ottenute con un protocollo coerente, annotando anche le variazioni di covata e popolazione. Se il rischio cresce, rivedere la frequenza del controllo e il piano d’intervento.
• Proteggere le generazioni successive. Programmare il contenimento in funzione dello sviluppo della colonia e delle indicazioni territoriali, lasciando il tempo necessario alle tecniche e ai medicinali scelti.
• Verificare il risultato e la reinfestazione. Controllare l’infestazione residua e mantenere la sorveglianza dopo l’intervento.

Non serve un calendario identico per tutti gli apiari. Serve un calendario motivato dai dati, con decisioni e controlli successivi già previsti. Il campionamento integra il piano sanitario: un dato basso non autorizza a saltarne gli interventi necessari.

Zucchero, alcol e fondo diagnostico: scegliere in base alla domanda

Lo zucchero a velo può essere utile per i controlli ordinari, purché eseguito correttamente e con condizioni favorevoli. Il lavaggio con alcol è spesso preferibile quando serve un dato più riproducibile, lo zucchero si è impastato oppure il risultato non convince rispetto al quadro della famiglia.

Le api del campione muoiono. Questo costo biologico va valutato rispetto alla forza della colonia e all’importanza della decisione. Anche il lavaggio richiede una procedura corretta: liquido, quantità, dimensione del campione e movimenti devono seguire il protocollo adottato.

Il Varroa EasyCheck è un dispositivo, non un metodo distinto dallo zucchero o dall’alcol. La documentazione del produttore descrive entrambe le modalità e tacche riferite a 200 o 300 api, non a millilitri di api. Le istruzioni sono il riferimento per usare l’attrezzatura; le prestazioni vanno valutate anche con studi indipendenti.

Il fondo diagnostico misura invece gli acari caduti in un intervallo di tempo. Non produce direttamente il tasso del campione di adulte. Bisogna distinguere caduta naturale e caduta durante un trattamento, indicando durata e condizioni.

Uno studio multicentrico di Pietropaoli e colleghi del 2021, su 151 colonie, ha confrontato zucchero a velo e caduta naturale. I risultati mostrano utilità e limiti legati allo scopo della misura e alle condizioni degli apiari. Il fondo non va liquidato come inutile, né ogni caduta giornaliera trasformata in un numero certo di acari presenti.

La misura diventa utile quando lascia una traccia

Per ricostruire il controllo servono pochi dati, raccolti sempre nello stesso modo:

• data, apiario e arnia;
• metodo e protocollo utilizzati;
• numero di api, specificando se stimato o contato;
• acari recuperati e valore calcolato;
• covata e forza della famiglia;
• anomalie della prova;
• interventi precedenti e prossimo controllo.

Confrontare il prima e il dopo aiuta a valutare l’infestazione residua. Non dimostra da solo la percentuale esatta di efficacia acaricida: possono cambiare popolazione adulta, sfarfallamento, distribuzione degli acari e ingressi dall’esterno. Un calo del tasso sulle adulte non equivale automaticamente alla stessa percentuale di acari uccisi nell’intera colonia.

UNAAPI colloca una finestra del proprio progetto 20–30 giorni dopo la conclusione del trattamento estivo. È una scelta legata allo scopo del monitoraggio nazionale, non un intervallo universale per qualunque medicinale o situazione.

Una misura favorevole, inoltre, non resta valida indefinitamente. Il saccheggio e gli scambi di api tra colonie richiedono attenzione alla reinfestazione. La frequenza dei controlli deve seguire rischio e andamento osservato.

Se il risultato richiede un intervento, le modalità dipendono dal medicinale autorizzato e dalle condizioni della colonia. Si ricavano dall’RCP del prodotto, non da una tabella di soglie. Abbiamo affrontato questa distinzione nell’articolo Acido ossalico sublimato: dose, efficacia e uso corretto.

Il valore del monitoraggio sta nel tempo che ci aiuta a guadagnare: riconoscere un aumento, organizzare il contenimento e verificare se ha funzionato. Sapere quali api abbiamo controllato, con quale metodo e quando torneremo a misurare rende il dato utilizzabile. Anticipare la varroa significa proteggere le api che la famiglia deve ancora allevare, prima che il conteggio diventi il resoconto di un danno già avvenuto.

Bibliografia e approfondimenti

Gli esempi numerici sono illustrativi e non rappresentano risultati di prove sul campo condotte da ApiBuzz. Gli articoli storici descrivono l’origine e l’applicazione del metodo; le ricerche successive ne aggiornano la valutazione.

• Vesco U., Guido G. (2012). Varroa: metodo dello zucchero a velo per stimare il grado di infestazione. L’Apis, n. 5, pp. 7–11. Articolo accessibile dalla scheda tecnica UNAAPI.
• Guido G. (2019). VEC versus ZAV. L’Apis, n. 6, agosto/settembre, pp. 6–10.
• Lee K.V., Moon R.D., Burkness E.C., Hutchison W.D., Spivak M. (2010). Practical Sampling Plans for Varroa destructor (Acari: Varroidae) in Apis mellifera (Hymenoptera: Apidae) Colonies and Apiaries. Journal of Economic Entomology, 103(4), 1039–1050.
• van Dooremalen C., Gerritsen L., Cornelissen B., van der Steen J.J.M., van Langevelde F., Blacquière T. (2012). Winter Survival of Individual Honey Bees and Honey Bee Colonies Depends on Level of Varroa destructor Infestation. PLOS ONE, 7(4), e36285.
• Locke B., Semberg E., Forsgren E., de Miranda J.R. (2017). Persistence of subclinical deformed wing virus infections in honeybees following Varroa mite removal and a bee population turnover. PLOS ONE, 12(7), e0180910.
• Sumpter D.J.T., Martin S.J. (2004). The dynamics of virus epidemics in Varroa-infested honey bee colonies. Journal of Animal Ecology, 73, 51–63.
• Pietropaoli M. et al. (2021). Evaluation of Two Commonly Used Field Tests to Assess Varroa destructor Infestation on Honey Bee (Apis mellifera) Colonies. Applied Sciences, 11, 4458.
• Taylor M.A., Goodwin R.M., McBrydie H.M., Cox H.M., Dominiak B.C. (2025). Relative effectiveness of methods that sample worker honey bees to estimate Varroa destructor populations in Apis mellifera colonies. Apidologie, 56, articolo 14.
• Bruckner S., Williams G.R., Tsuruda J., Underwood R.M. Let’s not sugar coat it: the powdered sugar shake is not harmless for honey bee workers. Journal of Apicultural Research. Pubblicato online il 5 settembre 2025; volume 65 (2026), pp. 63–68.
• UNAAPI, CRT Patologie Apistiche. Progetto nazionale di monitoraggio della varroa: metodologia e finestre di rilevazione.
• University of Minnesota, Bee Lab. Varroa Mite Testing & Management.
• Véto-pharma. Why and how to use Varroa EasyCheck 3 in 1? Guida del produttore.
• Ministero della Salute, CRN per l’apicoltura – IZSVe (2026). Linee guida per il controllo dell’infestazione da Varroa destructor – 2026. Allegato 2 alla nota del 18 marzo 2026, n. 8542.
• Ministero della Salute. Varroatosi. Scheda informativa istituzionale.

Fonti consultate e verificate il 10 ottobre 2026.